TÁC ĐỘNG CỦA THỜI GIAN THIẾU MÁU LẠNH ĐẾN BIỂU HIỆN CỦA DẤU ẤN HER2 TRONG UNG THƯ VÚ
Tóm tắt
Đặt vấn đề: HER2 (ERBB2) là thụ thể tyrosine-kinase trên màng tế bào u, đích của nhiều thuốc kháng HER2. Vì là kháng nguyên màng, cường độ/kiểu bắt màu HER2 rất nhạy với các yếu tố tiền phân tích, đặc biệt thời gian thiếu máu lạnh (cold ischemia time – CIT). CIT kéo dài gây tổn thương màng, thoái hóa protein, che khuất epitope, làm mất tính liên tục màng, giảm cường độ, dẫn đến kiểu biểu hiện không chính xác khi thực hiện đánh giá trên tiếu bản hóa mô miễn dịch, ảnh hưởng trực tiếp chỉ định điều trị. Mục tiêu: Đánh giá tác động của CIT đến biểu hiện HER2 trên mô ung thư vú nhuộm HMMD. Đối tượng và phương pháp nghiên cứu: Nghiên cứu thăm dò, chọn mẫu có chủ đích. Mô u được xẻ lát ~3 mm và thời điểm cho vào formalin 10% đệm trung tính (pH 7.0) tại 6 mốc CIT: <1 giờ, 2 giờ, 3 giờ, 4 giờ, 6 giờ, 8 giờ. Thời gian mẫu trong dung dịch cố định từ 8–32 giờ, mô được xử lý, cắt 3–4 µm, nhuộm HMMD HER2 và đánh giá theo tiêu chuẩn ASCO/CAP (0/1+/2+/3+). Chỉ số đánh giá: cường độ, tỉ lệ tế bào dương, tỉ lệ màng vỡ/không liên tục/khó xác định. Kết quả: Ở nhóm HER2 3+, không ghi nhận suy giảm cường độ giữa mốc đầu–cuối CIT. Ở nhóm HER2 2+, có trường hợp thành 1+ khi CIT kéo dài; không ghi nhận trường hợp mất hoàn toàn biểu hiện. Tỉ lệ dương và tỉ lệ “màng vỡ/không liên tục” dao động nhẹ, không theo xu hướng tuyến tính trong dải <1–8 giờ. Kết luận: Trong điều kiện khảo sát, HER2 (3+) tương đối ổn định trước CIT kéo dài, nhưng nhóm HER2 (2+) dễ bị giảm mức bắt màu màng, tăng nguy cơ đánh giá biểu hiện HER2 thấp hơn bản chất sinh học. Do đó, cần tuân thủ ASCO/CAP: CIT ≤ 1 giờ, kích thước mẫu đại thể dày 2–3 mm và cố định chuẩn để bảo toàn epitope màng và độ tin cậy khi đánh giá HER2 trên HMMD, đặc biệt khi cân nhắc HER2-low/chỉ định thuốc
Từ khóa
Thụ thể tăng trưởng của biểu bì ở người 2 (HER2), thời gian thiếu máu lạnh, ung thư vú, hóa mô miễn dịch.
Tài liệu tham khảo
2. Yaziji H, Taylor CR, Goldstein NS, et al. Consensus recommendations on estrogen receptor testing in breast cancer by immunohistochemistry. Appl Immunohistochem Mol Morphol. 2008; 16:513–520.
3. Rimm DL, et al. Tissue microarray: a new technology for amplification of tissue resources. Cancer J. 2001; 7(1):24-31.
4. Neumeister VM, Anagnostou V, Siddiqui S, et al. Quantitative assessment of effect of preanalytic cold ischemic time on protein expression in breast cancer tissues. J Natl Cancer Inst. 2012;104(23): 1815-1824. doi:10.1093/ jnci/djs438.
5. Pinhel IF, Macneill FA, Hills MJ, Salter J, Detre S, A’hern R, Nerurkar A, Osin P, Smith IE, Dowsett M. Extreme loss of immunoreactive p-Akt and p-Erk1/2 during routine fixation of primary breast cancer. Breast Cancer Res. 2010;12(5):R76.
6. Khoury T, Sait S, Hwang H, et al. Delay to formalin fixation effect on breast biomarkers. Mod Pathol. 2009;22(11): 1457-1467. doi:10.1038/ modpathol.2009.117.
7. Moatamed NA, Nanjangud G, Pucci R, et al. Effect of ischemic time, fixation time, and fixative type on HER2/neu immunohistochemical and fluorescence in situ hybridization results in breast cancer. Am J Clin Pathol. 2011;136(5):754-761. doi:10.1309/AJCP99WZGBPKCXOQ.
8. Pekmezci M, Szpaderska A, Osipo C, Erşahin C. The Effect of Cold Ischemia Time and/or Formalin Fixation on Estrogen Receptor, Progesterone Receptor, and Human Epidermal Growth Factor Receptor-2 Results in Breast Carcinoma. Patholog Res Int. 2012;2012:947041. doi:10.1155/2012/947041.
9. Wolff AC, Hammond ME, Hicks DG, et al. Recommendations for human epidermal growth factor receptor 2 testing in breast cancer: American Society of Clinical Oncology/College of American Pathologists clinical practice guideline update. J Clin Oncol. 2013;31(31):3997-4013. doi:10.1200/JCO.2013.50.9984.
10. Khoury T, Zirpoli G, Cohen SM, et al. Ki-67 Expression in Breast Cancer Tissue Microarrays: Assessing Tumor Heterogeneity, Concordance With Full Section, and Scoring Methods. Am J Clin Pathol. 2017;148(2): 108-118. doi:10.1093/ajcp/ aqx053.
